2020年4月22日訊/生物谷BIOON/---本期為大家帶來的是基因編輯相關領域的最新研究進展，希望讀者朋友們能夠喜歡。
doi：10.1038/s41587-020-0437-z
近日，一項刊登在國際雜誌Nature Biotechnology上的研究報告中，來自多倫多大學等機構的科學家們通過研究開發了一種新技術能同時對基因組中多個位點進行編輯，從而就有望幫助研究不同DNA的組合與人類健康和疾病的關聯。基於CRISPR的DNA編輯技術能通過對任何人類基因進行精確剔除來研究其功能，從而就能徹底改變科學家們對人類基因組的研究，但目前研究人員仍然面臨眾多挑戰，比如如何在相同細胞中同時移除多個基因或基因片段，這種類型的基因組「手術」對於科學家們而言，了解基因組不同部分在正常生理和疾病狀況下是如何協同發揮作用的似乎更為重要。
如今研究人員開發了一種名為CHyMErA（Cas Hybrid for Multiplexed Editing and Screening applications）的新技術，其能應用到任何哺乳動物細胞中，同時系統性地靶向作用多個位點的DNA片段，CRISPR剪刀能通過導向RNA分子將DNA切割酶運送到基因組上的預想位點中，而使用最為廣泛的DNA切割酶就是Cas9酶，自Cas9問世以來，科學家們一直尋找其它具有獨特特性的Cas酶，以尋求改進和擴展該技術的應用；與CRISPR-Cas9技術不同的是，ChyMErA技術能將Cas9和Cas12a兩種不同的DNA切割酶進行結合，從而實現多種用途，Cas12a酶是一種能用來在相同細胞中產生多個導向RNA分子的關鍵酶類，而這是同時進行DNA編輯的關鍵。
研究者Thomas Gonatopoulos-Pournatzis表示，我們花費了多年來開發能同時檢測Cas9和Cas12a酶的組合性基因編輯技術，隨後我們將這些酶類進行結合開發出了ChyMErA系統；研究人員嘗試了多種方法來誘導基因片段缺失，但並沒有哪一種手段會比ChyMErA更加有效；研究者發現，ChyMErA能夠成功剔除基因片段，隨後研究者在大規模篩查中利用該技術來系統性地分析基因如何進行結合來發揮作用。在ChyMErA技術的幫助下，研究人員就能夠使用兩種酶中最好的酶類來進行基因編輯，Cas9已經被廣泛改進擁有較高的編輯效率，而Cas12a則能允許多種導向RNAs的使用，因此其在尋找能在基因組中進行位點切割上具有更大的靈活性。
在ChyMErA技術的一項應用中，研究人員靶向作用了稱之為旁系同源基因（paralogs）的一對基因，其擁有相似的DNA代碼，但由於研究難度極大，因此研究者對其研究很少；因為旁系同源基因是由祖先基因複製而產生的，所以研究者推測其在很大程度上扮演著相似的角色，但通過當前用於基因篩選的單基因靶向技術並不能揭示該基因的功能，更重要的是因為其它的旁系同源基因會彌補所缺失的基因。
研究者Kevin Brown表示，在ChyMErA技術的幫助下，我們就能成對地對這兩個基因進行分析來觀察是否其祖先基因的功能對於細胞存活至關重要；如今我們就能研究以前被忽略的一類基因了。當敲除了人類基因組上幾乎存在的所有（大約700對）旁系同源基因後，研究者通過分析證實，其中很多基因對在細胞生存中都發揮著非常相似的作用，而其它基因則擁有不同的功能。
ChyMErA技術的另一個特點就是，Cas9和Cas12a都能被部署到附近的基因組位點中，來切割諸如外顯子等基因片段，這就能夠幫助研究人員單獨剔除數千個與癌症和大腦功能相關的外顯子（這些外顯子並不適合單獨使用Cas9進行靶向治療）。外顯子通常會以不同的方式被包含在基因的轉錄物中，並能修飾編輯蛋白的功能，儘管研究者並不清楚單一外顯子對細胞過程的貢獻量到底如何；研究人員利用ChyMErA技術對2000個外顯子進行了分析，他們發現，有超過100個外顯子都會細胞存活至關重要，這或許就有望幫助研究人員聚焦這些外顯子在多種疾病發生中所扮演的關鍵角色。
最後研究者Gonatopoulos-Pournatzis說道，一旦我們是識別出了在疾病發生過程中扮演關鍵角色的外顯子，我們就能夠利用相關信息來開發治療多種人類疾病的新型療法。
doi:10.1038/s41587-020-0455-x.
許多遺傳和育種研究表明，點突變和插入/缺失（插入和缺失, indel）可以改變農作物的優良性狀。儘管核酸酶啟動的同源介導修復（homology-directed repair, HDR）可以產生這種變化，但它受到效率低的限制。鹼基編輯器是用於進行鹼基轉換的強大工具，但不能用於進行鹼基顛換、插入或缺失。因此，迫切需要在植物中可使用的新型基因組工程方法。
在此之前，美國哈佛大學的David R. Liu和他的同事們開發出一種新的稱為引導編輯（prime editing）的基因組編輯方法。這種方法使用工程化的Cas9切口酶（H840A）-逆轉錄酶（RT）融合蛋白和引導編輯嚮導RNA（prime editing guide RNA, pegRNA），可在人細胞中進行所需的編輯。
在一項新的研究中，中國科學院遺傳與發育生物學研究所的高彩霞（Gao Caixia）教授及其研究團隊對一種引導編輯系統（prime editing system, PPE）進行優化，從而在兩種主要的穀類作物中產生所需的點突變、 插入和缺失。PPE系統的主要成分是Cas9切口酶-RT融合蛋白和pegRNA。相關研究 結果近期發表在Nature Biotechnology期刊上，論文標題為「Prime genome editing in rice and wheat」。
通過使用這種PPE系統，這些研究人員在原生質體中在9個水稻位點和7個小麥位點上產生了所有12種類型的單鹼基替換，以及多種點突變和小DNA片段插入，效率高達19.2%。這種PPE系統的編輯效率受到引導結合位點（primer binding site, PBS）和RT模板長度的強烈影響。
儘管這種PPE系統會產生副產物（脫靶效應），但是可以通過優化RT模板長度來減少這些副產物。此外，通過使用針對植物優化的PPE系統，他們發現初始的RT可以被CaMV-RT（來自花椰菜花葉病毒）和反轉錄子衍生性RT（來自大腸桿菌BL21）替換。通過使用PPE-Ribozyme（PPE-R）並在37°C下孵育，針對一些靶標的引導編輯效率也可得到改善。
此外，高彩霞教授和她的合作者能夠構建穩定的攜帶G-to-T點突變、多核苷酸替換和許多所需的6nt缺失的突變水稻植株，它們的產生效率接近22％。值得注意的是，使用當前的編輯工具很難產生這三種類型的突變。
高彩霞教授說，「儘管這種PPE系統的效率低於鹼基編輯器，但是它仍然是一種吸引人的新工具，可用於產生所有12種類型的單點突變、不同替換的混合物以及插入和缺失。這種系統因此具有巨大的潛力用於開展植物育種和功能基因組學研究。」
DOI:10.1038/s41589-020-0490-4
「基因魔剪」CRISPR-Cas9引起能在特殊靶向位點切割DNA而徹底改變了遺傳學領域的研究，如今研究人員能利用Cas9酶來專門關閉基因的表達，或將新型DNA片段插入到基因組中，但不論Cas9有多麼專一特殊，其都會切開一些不該切開的位點；近日，一項刊登在國際雜誌Nature Chemical Biology上的研究報告中，來自德國馬丁路德大學的科學家們通過研究報導了一種新型的Cas9突變體，其或能增加基因編輯的特異性。
為了能讓Cas9切割DNA靶點，其就需要在導向RNA的帶領下被引入到靶點位置，導向RNA含有DNA靶點的互補序列，其工作原理就好像是郵政編碼一樣能將Cas9引導到目的靶點，然而有時候Cas9會切割與實際靶點非常相似的DNA序列，這就被稱為脫靶效應；CRISPR-Cas9不受歡迎的特性就是可能會導致基因編輯的不準確性，在人類基因組中的錯誤位置出現意外的切割可能會產生非常深遠的影響。
如今科學家們嘗試利用不同的方法來優化Cas9的特異性，當前研究中，研究人員就對Cas9中名為螺旋橋（bridge helix）的進化保守結構域進行了深入研究。研究者發現，這種螺旋橋在Cas9與其導向RNA和DNA靶點相互作用上的機制上扮演著關鍵角色，隨後他們識別出了一組胺基酸殘基，其能與導向RNA的磷酸骨架接觸，從而促進穩定迴路結構的形成，後者對於Cas9的活性非常重要，在這種迴路結構中，Cas9結合導向RNA就能與DNA靶向序列的互補鏈進行配對，同時還會替換第二股DNA鏈，從而使得Cas9就能切割兩條DNA鏈。
研究者通過改變這些胺基酸殘基就能產生新的Cas9突變體，他們發現，相比原始的Cas9酶而言，多個突變體切割脫靶位點的頻率明顯變低了，後期深入研究後研究者發現，其中一種名為R63A/Q768A的突變體還能夠增加人類細胞中Cas9基因編輯的特異性；本文研究結果或為後期科學家們有效優化CRISPR-Cas9奠定了基礎，目前研究人員還需要後期進行更為深入的研究來解析CRISPR-Cas系統的生化特性從而有效改善其編輯準確性。
doi:10.1126/sciadv.aax2941.
在一項新的研究中，來自德國明斯特大學的研究人員發現，在小鼠進行常規的CRISPR-Cas9基因插入過程中，不必要的DNA重複頻率很高。相關研究結果發表在2020年2月21日的Science Advances期刊上，論文標題為「Pervasive head-to-tail insertions of DNA templates mask desired CRISPR-Cas9–mediated genome editing events」。他們描述了他們如何發現不必要的DNA重複，並針對這一點提醒了其他的研究人員。
CRISPR-Cas9是一種在過去十年中開發的基因編輯技術。它切割出基因組中不需要的部分，並插入新的DNA片段。人們已經進行了許多研究來測試這種技術，以期有一天可以將它用於修復導致疾病的遺傳缺陷。有關脫靶編輯的報導阻礙了這一目標的實現，這導致了旨在阻止脫靶編輯的新研究。在這項新的研究中，這些研究人員發現這種技術還可以導致大量不想要的DNA重複。
這一發現是偶然的，這是因為作為免疫學研究工作的一部分，他們當時正在研究基因S100A8編碼的一種鈣結合蛋白。為此，他們使用了CRISPR-Cas9來讓這個基因無法表達蛋白，這是一種敲除編輯（knockout editing，即利用CRISPR-Cas9基因編輯剔除靶基因）的形式。他們先進行標準的PCR測試和隨後進行更專業的PCR測試來檢測靶基因，以確保一切按計劃進行。研究結果表明，只有兩次編輯取得了成功，這讓他們感到吃驚。他們接著將一隻成功進行基因編輯的小鼠與一隻野生小鼠交配，以了解為何編輯成功率如此之低。通過使用一種特殊類型的PCR對小鼠後代進行的測試顯示七隻小鼠後代攜帶經過編輯的基因S100A8，其餘的小鼠後代具有不想要的DNA重複。
這些研究人員對他們的發現感到震驚，於是他們進行了第二項研究，對小鼠的一個不同基因進行編輯。專業測試顯示，在接受測試的50隻小鼠中，有30隻小鼠具有多個不想要的的基因組片段拷貝，而且這些拷貝是作為CRISPR-Cas9編輯的一部分插入到小鼠基因組中的。實驗再次表明，標準PCR測試未能發現這些拷貝。
這些研究人員表示，他們的經驗表明，其他人在先前的研究工作中可能具有不想要的基因插入片段拷貝，但是它們並沒有記錄在案。他們進一步提出科學家們在未來可使用更專業的測試技術。
doi:10.1016/j.stem.2020.01.019.
2012年開發的基因組編輯工具CRISPR/Cas9可以將基因中的突變片段切割掉，並用一個未發生突變的片段進行替換，而一種稱為鹼基編輯器的新型CRISPR可以在不切割DNA的情況下修復突變。因此，使用鹼基編輯器進行基因組編輯被認為更安全。如今，在一項新的研究中，來自荷蘭烏得勒支研究所和烏得勒支大學等研究機構的研究人員首次證實鹼基編輯器可以安全地治癒源自患者的幹細胞中的囊性纖維化（cystic fibrosis）。相關研究結果於2020年02月20日在線發表在Cell Stem Cell期刊上，論文標題為「CRISPR-Based Adenine Editors Correct Nonsense Mutations in a Cystic Fibrosis Organoid Biobank」。論文通訊作者為烏得勒支研究所的Hans Clevers和烏得勒支大學的Jeffrey Beekman。
根據烏得勒支研究所生物學家Maarten Geurts和烏得勒支大學生物學家Eyleen de Poel的說法，2018年開發出的一種新的CRISPR酶使得CRISPR技術更精確，更不易出錯。Maarten說，「在傳統的CRISPR/Cas9基因組中，切割特定的DNA片段會導致DNA損傷。這樣做的目的是，細胞使用實驗室製造出的'健康'DNA片段來修復這種切割。在稱為鹼基編輯器的新型CRISPR技術中，對Cas9進行了改進，使得它不再切割DNA，但仍能檢測到突變位點，因此，無需切割DNA並替換有缺陷的DNA片段，突變位點可在現場直接修復，從而使得它成為一種更有效的基因組編輯工具。」
當前的這項新的研究表明CRISPR/Cas9的這種新版本（即鹼基編輯器）可以安全有效地應用於人類幹細胞。
微型腸道（minigut）
烏得勒支類器官技術基金會（Hubrecht Organoid Technology foundation）和烏得勒支大學醫學中心已構建出一個由腸道類器官組成的生物庫。這些腸道類器官都是腸道的微型版本，是在實驗室中使用囊性纖維化患者的幹細胞建立的。它們用於疾病建模和新療法的開發。這個生物庫由歐洲的許多囊性纖維化中心和荷蘭囊性纖維化基金會共同建立。
在這項新的研究中，腸道類器官被用於測試這種新的鹼基編輯技術是否可以應用於人類幹細胞。Maarten解釋了它的作用機制：「囊性纖維化是由CFTR基因中的突變引起的，這種突變導致基因功能異常。結果就是包括肺部在內的許多器官的粘液含水較少，從而導致粘液堆積和器官衰竭。利用這種新的鹼基編輯技術就可檢測和修復CFTR基因中的突變，同時不會對基因組造成進一步的破壞。」
即使這項新研究表明這種新的CRISPR工具在實驗室中是有效的，但這並不意味著患者已經可以從中受益。Eyleen，「這項研究代表著在患者疾病基因修複方面邁出了一大步。但是，仍然存在的一個大問題是如何將CRISPR酶遞送到患者的靶器官中。囊性纖維化也可能不是最適合用CRISPR進行治療的疾病，這是因為許多器官都受到這種疾病的影響。
目前，CRISPR基因編輯的首個醫學應用在影響單個器官或組織的疾病（如鐮狀細胞性貧血）中顯示出令人印象深刻的臨床效果。在鹼基編輯器應用於臨床之前還需開展進一步的研究。不過，部分上由於這項新的研究，首批臨床應用可能會在未來五年內出現。
DOI: 10.1126/sciadv.aax5701
近日，來自賓夕法尼亞大學醫學院的研究人員在《Science Advance》雜誌上在線發表的研究表明，一項新的CRISPR基因編輯技術可預防一中由數百種不同突變驅動的遺傳性肝病的發生，並改善了小鼠的臨床症狀。研究結果表明，這種有前途的CRISPR工具可以潛在地治療因鳥氨酸轉氨甲醯酶（OTC）缺乏以及其它同基因不同位點的突變導致的罕見代謝尿素循環異常的患者。
這種CRISPR基因編輯方法建立在以前相同研究團隊開發的方法的基礎上。這次，研究者們採用了一種新型的雙重腺相關病毒（AAV）來傳遞其有效成分，通過將「小基因」插入基因組中，以在肝細胞中實現OTC的持續表達。 與此前糾正單點突變的治療方法相比，這種「剪切」-「粘貼」的方法能夠顯著改善新生小鼠的臨床，並且能夠持續到成年。
「就像大多數對新生兒具有致命影響的遺傳性疾病一樣，長期有效的早期治療至關重要。」文章作者，基因治療計劃和基因治療主任James Wilson博士說。 「在這裡，我們進一步改善了CRISPR技術，不僅可以維持細胞中OTC的表達，還可以擴展其治療能力。我們的目標是最終將這種基因編輯方法向臨床階段轉化，以治療患有OTC障礙和其他遺傳疾病的患者分散在整個基因中的突變，而非單個突變。」
OTC在近40,000例嬰兒中存在，該疾病來自OTC基因上的300多種不同突變。由於這些突變發生在X染色體上，因此通常在男性中發現，而女性往往是攜帶者。尿素循環是一系列由六種肝臟酶完成的代謝過程，有助於排出體內的氨。當這些酶中的其中之一缺失或不足時，氨會在血液中積聚並流向大腦，這可能會導致腦損傷甚至死亡。為了治療該疾病，患者需要服用藥物以刺激替代的氮清除途徑，在嚴重的情況下，可以進行肝移植。但是，這些患者的死亡率仍然很高，因此需要更新，更有效的療法。
為了開發廣泛適用的基因組編輯工具，研究小組構建了一個新的雙重AAV載體，其中包含一種稱為Cas9的蛋白。賓夕法尼亞州開發的這種載體被稱為AAV8，對肝細胞具有特異性。第二個AAV包含一個功能齊全的「小基因」，該基因表達密碼子優化的人類OTC（供體DNA），由肝臟特異性啟動子驅動，以確保其僅在注入血液後在肝細胞中表達。
結果顯示，接受靶向載體治療的小鼠在第3周和第8周肝臟中分別有25％和35％的細胞表達OTC，這比用非靶向載體治療的小鼠高出四倍和三倍。研究人員還觀察到，與未經治療的高蛋白飲食小鼠相比，接受治療的小鼠體內氨水平降低了60％，這一臨床跡象表明肝細胞正在產生OTC。
作者稱：「通過這些成功的動物研究，我們或許已經找到了潛在的'廣譜'基因編輯方法，可以治療OTC缺乏症的患者，而無需考慮其具體突變類型和臨床體徵。
DOI: 10.1126/science.aba7365
根據賓夕法尼亞大學艾布拉姆森癌症中心研究人員發布的最新數據，經過Crispr-Cas9基因編輯的CAR-T細胞可以在癌症患者體內持續存在幾個月的時間，並且能夠穩定增殖並發揮功能。
該研究是美國首個測試人類基因編輯方法的臨床試驗，在最近發表在《Science》雜誌上的文章中，研究者們介紹了他們對三名患者進行基因編輯CAR-T治療的I期臨床試驗結果。
「我們從三名患者獲得的數據證明了兩項重要的事情。首先，我們可以在製造過程中精確地成功進行多次編輯；其次，到目前為止，這些細胞已顯示出持續性的攻擊和殺死腫瘤的能力，」文章資深作者Carl June教授說道。這一發現是賓夕法尼亞大學作為細胞和基因治療先驅的又一成果，該機構此前開發了首個FDA批准的針對兒童和成人血液癌症患者的CAR -T細胞療法Kymriah。
這項研究中的方法與CAR T細胞療法密切相關。在傳統的CAR T細胞療法中，患者的免疫細胞經過遺傳改造用來對抗癌症。而本次試驗的方法有所差異。像CAR T一樣，這項研究的研究人員首先收集患者血液中的T細胞。然而，研究者們並沒有給這些T細胞轉入任何靶向癌細胞抗原的CAR受體分子（例如CD19），而是首先使用CRISPR / Cas9編輯去除了三個關鍵基因。其中兩個基因表達T細胞的天然受體，即TCRa與TCRb基因，第三個基因則表達PD-1，後者被認為是調控T細胞活性的關鍵「檢查點」分子。
「對三名患者的這項新分析已經證實，所製造的細胞包含所有三種編輯，從而首次證實了CRISPR / Cas9技術能夠同時靶向人類多個基因的能力。」
一旦敲除了這三個基因，就可以使用慢病毒插入癌症特異性的合成T細胞受體來完成第四次基因修飾，完成修飾的T細胞能夠靶向一種稱為NY-ESO-1的抗原。
相比原始的CAR-T細胞在體內不到一周的生存期，這項新分析顯示，編輯後的細胞可在體內持續存在長達9個月的時間。
在回輸患者體內幾個月後，研究人員抽取了更多血液，並分離了CRISPR編輯的細胞進行研究。結果表明，這些細胞仍然具有殺死腫瘤的能力。
June說：「以前的研究表明這些細胞在幾天之內就會失去功能，因此，這項研究中的CRISPR編輯細胞在單次輸注後可以在更長的時間內保持抗腫瘤功能，這一事實令人鼓舞。」
doi:10.1038/s41586-019-1849-0.
在一項新的研究中，來自美國哥倫比亞大學的研究人員捕捉到一種由對現有的基於CRISPR的工具進行改進而產生的新型基因編輯工具的首批結構圖片。他們在霍亂弧菌中發現一種獨特的「跳躍基因」並且這種跳躍基因可以在基因組中插入較大的基因負荷（genetic payload，即DNA序列）而不引入DNA斷裂，基於此，他們開發出這種稱為INTEGRATE的新型基因編輯工具。相關研究結果近期發表在Nature期刊上，論文標題為「Structural basis of DNA targeting by a transposon-encoded CRISPR–Cas system」。論文通訊作者為哥倫比亞大學瓦格洛斯內外科學院生物化學與分子生物物理學助理教授Samuel Sternberg博士和哥倫比亞哥倫比亞大學生物化學與分子生物物理學助理教授Israel Fernandez博士。
在這項新的研究中，這些研究人員利用低溫電鏡技術凍存正在發揮作用時的這種基因編輯複合物，從而揭示它的工作原理的高解析度細節。
Sternberg說，「我們在我們之前的研究中展示了如何利用INTEGRATE在細菌細胞中進行靶DNA插入。這些新的圖片以令人難以置信的分子細節揭示這種基因編輯複合物的生物學機制，這有助於我們進一步改進這種基因編輯系統。」
開始時與CRISPR一樣，但是結局不同
這些研究人員使用了一種稱為低溫電鏡的技術，該技術涉及在液氮中快速冷凍這種基因編輯複合物樣品，然後用電子轟擊它。他們隨後使用在電子顯微鏡下捕獲的圖片產生這種INTEGRATE系統的原子解析度結構模型。
這種結構模型揭示這種基因編輯複合物由兩個主要部分組成，這兩個主要部分排列成螺旋絲狀結構。在這兩個主要部分中，較大的部分稱為Cascade，纏繞並攜帶嚮導RNA（gRNA），用於掃描細胞中匹配的DNA序列。一旦Cascade定位並結合了靶序列，它將使DNA鏈穿過位於這種基因編輯複合物末端的TniQ「轉座」蛋白，並招募其他有助於修飾靶DNA序列的酶。
INTEGRATE的這種掃描機制似乎與其他經過充分研究的CRISPR系統的工作方式相似，其中的一些CRISPR系統也含有帶有gRNA的Cascade複合物。但是，與其他使用Cascade靶向DNA進行切割的CRISPR系統不同的是，INTEGRATE中Cascade的功能是靶向DNA以便基因負載的高精度插入。
在之前的研究中，Sternberg及其同事們通過使用遺傳學和生物化學提出這種CRISPR分子機器如何在功能上與轉座複合物---負責基因「跳躍」的分子---存在關聯，這項新的研究證實他們提出的這種觀點是正確的。
為何重要？
如今，世界各地的許多科學家們都在使用CRISPR-Cas9來快速低成本地對細胞基因組進行精確修飾。但是，CRISPR的大多數用途涉及切割靶DNA的兩條鏈，然後必須通過宿主細胞自身的分子機器修復DNA斷裂。控制這種修復過程仍然是這個領域中的主要挑戰，並且不想要的基因編輯常常被無意間引入了基因組中。此外，現有工具在精確地插入較大的基因負荷方面通常表現不佳。提高基因編輯的準確性是人們的當務之急，這對於確保使用這種技術開發的療法的安全性至關重要。
這種由Sternberg實驗室開發的新型INTEGRATE系統可以準確地插入較大的DNA序列，而無需依靠細胞的分子機器來修復斷裂的DNA鏈。因此，相比於目前廣泛使用的原始CRISPR-Cas系統，INTEGRATE被證明是一種更準確、更有效的基因修飾方法。這種新工具還可以幫助科學家們在DNA修復活性有限的細胞類型（比如神經元）中進行基因編輯。在神經元中，使用CRISPR進行基因編輯的嘗試相對而言不太成功。
下一步是什麼
除了為未來的蛋白質工程提供信息之外，這些新結構突出了一個可能的校對檢查點。現有的CRISPR技術經常出現所謂的「脫靶效應」，即不加區分地對非靶序列進行修飾。這些新結構揭示了Cascade和TniQ如何協同工作，從而確保僅將DNA片段插入到正確的 「在靶（on-target）」序列中。這些研究人員計劃在開發用於疾病的新治療方法的工具時進一步探究這個檢查點。
DOI: 10.1038/s41467-019-12013-y
近日，來自約翰霍普金斯大學醫學院的研究人員在發育中的小鼠大腦中使用了針對性的基因表觀基因組編輯方法，逆轉了一個導致遺傳性疾病WAGR症候群，從而導致人的智力殘疾和肥胖的基因突變。這種特殊的編輯方式並沒有改變被調控基因的實際遺傳密碼，而是改變了表觀基因組，即基因的調控方式。
研究人員發現，該基因C11orf46是大腦發育過程中的重要調控因子。具體來說，它可以打開和關閉方向感應蛋白，幫助引導長纖維從負責發送電信息的新形成的神經元中生長出來，幫助它們形成束狀結構，從而束縛大腦的兩個半球。這一結構的形成如果無法正常進行，會導致諸如智力殘疾，自閉症或其他大腦發育障礙的狀況。
約翰·霍普金斯大學醫學院精神病學和行為科學副教授，文章作者Atsushi Kamiya博士說：「儘管這項工作還處於早期研究階段，但是這些發現表明我們可能能夠開發出未來的表觀基因組編輯療法，這些療法可以幫助重塑大腦中的神經連接，並可能防止發生大腦發育障礙。」
該研究在線發表在近日的《Nature Communications》雜誌上。
WAGR綜合症也稱為11p13染色體缺失綜合症，當偶然刪除位於11p13號染色體上包含C11orf46的區域中的部分或全部基因時，會導致WAGR綜合症。研究人員使用shRNA，使小鼠大腦中產生的C11orf46蛋白表達量降低。在具有較低C11orf46的小鼠中，使Semaphorin 6a（一種方向敏感蛋白）的基因表達水平升高。通過使用改良的CRISPR基因組編輯系統，研究人員能夠編輯Semaphorin基因調節區域的一部分。對表觀基因組的編輯使C11orf46結合併抑制了這些小鼠大腦中的基因，然後將神經元纖維束恢復為正常大腦中發現的束狀結構。（生物谷 Bioon.com）