原生質體培養的基本方法包括：材料的選擇與處理、原生質體的分離、純化、培養、誘導愈傷組織和再生植株。
(1)材料選擇。葉片是植物原生質體最方便和最普遍的來源，葉片中的葉肉組織是游離原生質體的一種經典材料。它來源方便，供應及時，當有明顯的葉綠體存在時也便於在細胞融合中識別。
(2)材料預處理預。處理不僅可以提高植物細胞的滲透壓，以減少高滲環境的影響，還可以使分離的原生質體適應培養條件，提高原生質體的產量和代謝活性等。
（1）機械分離法。首先使細胞發生質壁分離，然後用利刃切開細胞壁釋放出原生質體的方法稱為機械分離法。此法的主要缺點是：一是原生質體的產量很低、方法煩瑣費力；二是對分生組織和液泡化程度不高的細胞不適用。其優點是可避免酶製劑對原生質體的有害影響。
（2）酶解分離法。植物細胞壁的主要成分為纖維素、半纖維素、果膠質和少量蛋白質等，細胞之間通過果膠質相連接。酶解法分離就是用相應的酶製劑將上述物質分解，以達到分離原生質體的目的。常用的酶有纖維素酶、半纖維素酶、果膠酶等。
經酶解處理後得到一個由原生質體、細胞團與細胞碎片組成的混合液，需要進一步純化。常用的純化方法有：
（1）離心沉澱法。利用密度原理，在具有一定滲透壓的溶液中，先行過濾再低速離心，使原生質體沉積於試管底部。該方法比較簡單，由於原生質體沉澱在一起相互擠壓，常引起原生質體破碎。
（2）漂浮法。應用滲透劑含量較高的高滲溶液使原生質體漂浮於液面。該方法能夠獲得比較純淨的原生質體；由於存在高滲溶液對原生質體的破壞作用，僅能獲得少量的完好原生質體。
（3）界面法。採用兩種比重不同的溶液，其中一種溶液的密度大於原生質體的密度，另一種溶液的密度小於原生質體的密度，原生質體即處於兩種溶液界面之間。該方法可防止因擠壓引起原生質體破碎，原生質體收穫量較大。
分離純化後的原生質體需要檢查活力並調整好起始密度後才能進行培養。對於新分離出來的原生質體的活力有以下幾種測定方法。
①形態識別。在顯微鏡下觀察，根據細胞形態、流動性確定原生質體活力。
②活體染色。Evans藍進行染色後即進行觀察，有活力而質膜完整的原生質體對染料有排斥作用而不被染色，死亡的原生質體能立即被染上色。
③螢光染料活體染色。FDA（二乙酸螢光素）是一種非極性物質，能自由地穿越細胞質膜，在活細胞內，FDA被酯酶裂解即發螢光，由於螢光素不能自由通過質膜，因而可以在螢光顯微鏡下通過具螢光的細胞的觀察確定細胞活性。
原生質體的活力鑑定結果
（被染成藍色的是死原生質體）
（1）淺層液體培養。將含有原生質體的培養液在培養皿底部鋪一薄層，封口後進行培養。注意液層不宜太厚，否則不利於細胞對氧的吸收。培養期間每日需輕輕搖動2~3次，避免分布不均勻並幫助通氣。
（2）平板法培養。即瓊脂糖包埋培養。低融點的瓊脂糖可在約30℃融化與原生質體混合而不影響原生質體的生命活動。混合後含有原生質體的培養基鋪於培養皿底部，封口後進行培養。
（3）雙層培養法。該法為固體培養和液體淺層培養相結合的培養方法。在培養皿內注入適量的固體培養基，再加入與原生質體混合均勻的培養液。此法既具有較豐富的培養基，又不易乾涸，並且細胞分裂後可在固體培養基上生長和繁殖。
（1）細胞壁的再生。分離的健康原生質體在各方麵條件都合適的時候，會很快再生出新的細胞壁。因植物種類、取材的器官或組織的不同，細胞壁開始再生的時間也不同。一般情況下，由培養細胞和幼嫩組織分離的原生質體，再生壁開始得比較早，而對於葉肉原生質體，則需要較長的時間才能再生出新的細胞壁。
（2）植株再生。當原生質體形成新細胞壁後，就進入細胞分裂階段，持續分裂的結果就形成細胞團或愈傷組織。由細胞團或愈傷組織再生成完整植株可以通過兩條途徑來完成，一是愈傷組織誘導形態發生；另一途徑是由植株原生質體細胞系在培養過程中直接誘導形成胚狀體，並且可以繼續形成極性，即下端生根、上端分化芽，從而發育成完整植株。
黑麥原生質體培養及植株再生
(a.胚性愈傷組織；b.懸浮細胞聚集體；
c.原生質體懸浮培養；d.FDA染色；
e,f.原生質體的分裂與聚集；
g.愈傷組織形成；h.綠芽形成；i.植株再生)