Cell Stem Cell背靠背|揭開細胞表面張力與幹細胞分化的秘密

撰文 | 十一月

責編 | 兮

細胞命運的轉變常常伴隨著細胞形狀和機械力的改變。然而，細胞機械力如何影響信號通路進而控制細胞命運。

為了探究形狀、機械力和命運之間的相互作用，近日，德國歐洲分子生物學實驗室Alba Diz-Munoz研究組發文題為Cell Surface Mechanics Gate Embryonic Stem Cell Differentiation，利用生物物理方法對幹細胞分化過程中細胞表面力學的作用進行了研究。

在大多數多細胞生物的發育過程中，全能幹細胞的形狀為球形，而全能細胞分化產生的細胞的形態在成體中呈現出顯著的不同。命運的獲得和細胞形狀的變化往往同時出現。而細胞形狀是由表面力學和與細胞外環境的相互作用決定的。但是一直以來細胞內在的機械力特徵與命運調節之間的機制還不得而知。其中有一個非常有趣的例子便是小鼠的胚胎幹細胞的早期分化過程（圖1）。Nave（原始態）的幹細胞生長成緻密群落，在有2i/LF的情況下保持nave的狀態。而在移除2i/LF這個分化的阻礙物之後，nave的幹細胞逐漸快速地「攤平」，成為單層的primed（始發態）狀態的細胞（圖1）。這種細胞平展的狀態對於幹細胞退出nave狀態非常關鍵，如果nave的幹細胞被培養在柔軟的基質上，這些細胞不能平展，將不能分化成primed狀態【1】。

圖1 小鼠胚胎幹細胞早期分化過程

為了評估細胞表面張力是否以及如何調節細胞命運的，作者們首先通過單細胞原子力顯微鏡（Single-cell atomic force spectroscopy）靜態牽引測量表面膜張力。作者們發現，與nave細胞相比，primed細胞的膜破裂所需要的牽引力顯著降低。表面的靜態牽引拉力的測量可能涉及到兩方面，一是平面內膜張力（In-plane membrane tension），另一方面是MCA（Membrane-to-cortex attachment）【2,3】。為了確定這兩個力學參數在幹細胞分化過程中發生了哪些變化，作者們使用通過動態牽引的方式來測量MCA。作者們發現，nave小鼠胚胎幹細胞中的MCA比primed狀態要高出3倍。作者們確認，MCA的變化是一種細胞分化過程中的自主特性，在脫離nave狀態的過程中，小鼠胚胎幹細胞特異性減少了質膜與皮層肌動蛋白之間的粘附或者連接作用。

但MCA的變化與胚胎幹細胞命運的變化誰是因誰是果呢？為了揭開這一問題的答案，作者們比表達了組成性激活的Ezrin蛋白，Erzin是連接質膜到皮層的蛋白，組成性激活的Ezrin是目前實驗中增加MCA的金標準【4,5】。作者們發現，在表達組成性激活的Ezrin之後發現胚胎幹細胞可以維持和nave細胞中類似的高MCA。進一步地，作者們想要檢測Ezrin生化功能是否參與調控MCA對於nave多能性細胞退出，作者們建立一個iMC linker的實驗系統，該系統能夠直接連接質膜到肌動蛋白上，但是使得識別信號途徑被惰性化。作者們發現，維持高MCA狀態會促使幹細胞維持nave的細胞狀態。但是通過MCA的降低實驗，作者們發現MCA的降低是促進nave-to-primed細胞狀態轉化的必要但是非充分條件。這些結果說明，在nave狀態的退出過程中，MCA的高低是作為門控而非驅動因素髮揮作用的（圖2）。

圖2 工作模型

值得一提的是， 英國劍橋大學Kevin J. Chalut研究組以及英國倫敦大學學院Ewa K. Paluch研究組合作在當期Cell Stem Cell上發表背靠背文章，題為Membrane Tension Gates ERK-Mediated Regulation of Pluripotent Cell Fate，發現膜張力門控增加內吞作用會作為一個關鍵機制調節ERK調控的細胞命運轉變。

作者們發現細胞形狀的改變是由β-catenin介導的RhoA活性的降低以及隨後質膜張力的降低所調節的。而且，阻止膜張力的降低會胚胎幹細胞以及類原腸胚早期分化的缺陷。膜張力的降低促進了FGF信號成分的內吞，從而激活ERK信號並引導其從胚胎幹細胞狀態退出。而增加Rab5a促進的內吞作用可以挽救缺陷的早期分化。

總的來說，兩篇工作均證明機械力對於胚胎幹細胞分化過程的重要調節作用，對於理解細胞機制如何調控生化信號和細胞命運具有根本的重要性。

原文連結

https://doi.org/10.1016/j.stem.2020.10.017

https://doi.org/10.1016/j.stem.2020.10.018

參考文獻

1 Chowdhury,F. et al. Soft substrates promotehomogeneous self-renewal of embryonic stem cells via downregulating cell-matrixtractions. PloS one5, e15655,doi:10.1371/journal.pone.0015655 (2010).

2 Brochard-Wyart, F., Borghi, N., Cuvelier, D. &Nassoy, P. Hydrodynamic narrowing of tubes extruded from cells. Proceedings of the National Academy ofSciences of the United States of America103, 7660-7663, doi:10.1073/pnas.0602012103 (2006).

3 Hochmuth, F. M., Shao, J. Y., Dai, J. &Sheetz, M. P. Deformation and flow of membrane into tethers extracted fromneuronal growth cones. Biophysicaljournal70, 358-369,doi:10.1016/s0006-3495(96)79577-2 (1996).

4 Liu, Y. etal. Constitutively active ezrin increases membrane tension, slowsmigration, and impedes endothelial transmigration of lymphocytes in vivo inmice. Blood119, 445-453, doi:10.1182/blood-2011-07-368860 (2012).

5 Stefani, C.et al. Ezrin enhances line tension along transcellular tunnel edges viaNMIIa driven actomyosin cable formation. Naturecommunications8, 15839,doi:10.1038/ncomms15839 (2017).