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人類基因組測序計劃是最成功的大科學計劃之一，雖然我們的30億鹼基對序列已經知道了近20年，但我們對人類基因組的「編碼」機制還知之甚少。人類大約2米長的染色體非常有規律地摺疊在約5微米的細胞核內，其摺疊結構對於組織器官生長發育具有重要作用，而摺疊異常在出生缺陷、神經疾病和腫瘤等各種各樣的疾病發生中也起到重要的病理作用。三維基因組摺疊形成高度有序並且層次分明的拓撲結構域，影響細胞特異性基因表達調控。其中，染色質可以通過形成環狀結構使得遠端的增強子與不同基因的啟動子在空間上靠近，從而精確調控基因的時空特異性表達。細胞構建正確有序摺疊的三維基因組需要大量的染色質架構蛋白，轉錄因子CTCF和粘連蛋白cohesin是哺乳動物中最重要的染色質架構蛋白，它們通過架構三維基因組的拓撲結構來調控基因表達和蛋白功能。
三維基因組學是一門古老的學科，主要研究染色質高級結構動態調控及生物學功能。隨著高通量測序技術和高分辨顯微成像技術的發展，三維基因組研究綜合了數學物理化學等傳統學科的理論以及計算機科學和生命科學等交叉學科的技術創新。由於染色質構象捕獲包括HiC技術的推動作用，三維基因組成為近年來快速興起的研究遺傳物質空間結構及其動態調控的熱門學科，並煥發了全新的生命力。雖然HiC高通量測序研究如火如荼，極大推動了三維基因組的發展，但關於三維基因組架構機制的研究還不多。
近日，上海交通大學系統生物醫學研究院比較生物醫學研究中心吳強教授課題組在Protein & Cell雜誌上發表了題為Genetic evidence for asymmetric blocking of higher-order chromatin structure by CTCF/cohesin的最新研究成果。在三維基因組拓撲結構組裝的分子機制方面取得了創新性進展，該研究利用遺傳學DNA片段編輯方法，揭示單個CTCF位點的相對方向會影響增強子與啟動子之間的染色質拓撲結構環的方向，以及CTCF位點對染色質環擠出的非對稱影響，並提出了CTCF/cohesin介導的染色質高級結構的非對稱性阻斷模型。
上海交大吳強教授課題組長期致力於三維基因組染色質高級結構的動態調控機制及在體生理功能的研究。早在2012年課題組研究發現，基因簇的啟動子選擇與CTCF/cohesin介導的染色質環化相關，並且發現啟動子和增強子CTCF位點的方向相反【1】。2015年，課題組利用前期開發的DNA片段編輯技術【2】對基因組上的CTCF位點進行原位反轉，發現CTCF蛋白識別DNA調控元件的方向性決定了染色質高級拓撲結構域的建立，也就是線性DNA序列包含「編碼」三維基因組染色質高級結構的信息【3】。然而迄今為止，沒有證據表明單個CTCF位點的相對方向可以決定增強子和啟動子之間的染色質拓撲環的方向【3-5】。
在最新的這項研究中，課題組利用前期研究開發的精準可預測的DNA片段編輯方法【6】，以原鈣粘蛋白和珠蛋白基因簇作為研究模型，在細胞中對基因簇的增強子元件進行一系列原位反轉，以研究不同增強子區域以及CTCF位點的數目、方向如何影響三維基因組結構。利用CRISPR篩選特定區段反轉的穩定細胞系並結合染色質構象捕獲技術測定CTCF/cohesin介導的染色質環化，結果表明拓撲結構域邊界上的單個CTCF位點的反轉可以重塑啟動子與增強子之間染色質拓撲結構環的方向，進而影響基因的時空特異性表達。
隨後，在小鼠中對原鈣粘蛋白基因簇Pcdhβγ的下遊超級增強子區域一連串CTCF位點進行原位反轉，發現增強子對遠端基因簇Pcdhβ調控顯著，而對近端基因簇Pcdhγ調控並不顯著。對Pcdhα以及Pcdhαβ整個基因簇大片段刪除的小鼠進行染色質構象捕獲實驗，發現在Pcdhα基因簇刪除後留下的基因啟動子與增強子的相互作用顯著增強，而在Pcdhαβ刪除之後，Pcdhβγ的下遊超級增強子與Pcdhγ之間的相互作用沒有明顯變化。
最後，該研究提出基於CTCF/cohesin的染色質高級結構非對稱阻斷模型。cohesin沿著結合了CTCF蛋白的染色質DNA進行滑動，當cohesin遇到與之滑動方向相同的CTCF時，則容易通過；當cohesin遇到與滑動方向相反的CTCF時，則容易停下來。這就解釋了為什麼染色質環狀結構通常在方向相對的CTCF位點之間形成，也解釋了cohesin在增強子或超級增強子區域的富集現象。該研究在體外細胞和小鼠活體系統中闡述了CTCF/cohesin介導的染色質環滑動的非對稱性，有望推動三維基因組染色質高級結構組裝機制的相關研究。
CTCF/cohesin介導的染色質環滑動的非對稱性阻斷模型
據悉，上海交通大學吳強為通訊作者，交大博士生陸宇嘉和博士後壽佳為共同第一作者。
原文連結：
https://doi.org/10.1007/s13238-019-00656-y
1. Guo, Y. et al. CTCF/cohesin-mediated DNA looping is required for protocadherin alpha promoter choice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 109, 21081-21086, doi:10.1073/pnas.1219280110 (2012).
2. Li, J. et al. Efficient inversions and duplications of mammalian regulatory DNA elements and gene clusters by CRISPR/Cas9. Journal of molecular cell biology 7, 284-298, doi:10.1093/jmcb/mjv016 (2015).
3. Guo, Y. et al. CRISPR Inversion of CTCF Sites Alters Genome Topology and Enhancer/Promoter Function. Cell 162, 900-910, doi:10.1016/j.cell.2015.07.038 (2015).
4. de Wit, E. et al. CTCF Binding Polarity Determines Chromatin Looping. Molecular cell 60, 676-684, doi:10.1016/j.molcel.2015.09.023 (2015).
5. Sanborn, A. L. et al. Chromatin extrusion explains key features of loop and domain formation in wild-type and engineered genomes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 112, E6456-6465, doi:10.1073/pnas.1518552112 (2015).
6. Shou, J., Li, J., Liu, Y. & Wu, Q. Precise and Predictable CRISPR Chromosomal Rearrangements Reveal Principles of Cas9-Mediated Nucleotide Insertion. Molecular cell, doi:10.1016/j.molcel.2018.06.021 (2018).