1 冷凍管應如何解凍？
取出冷凍管後， 須立即放入37 °C 水槽中快速解凍， 輕搖冷凍管使其在1 分鐘內全部融化， 並注意水面不可超過冷凍管蓋沿， 否則易發生汙染情形。另冷凍管由液氮桶中取出解凍時， 必須注意安全， 預防冷凍管之爆裂。
2 細胞冷凍管解凍培養時， 是否應馬上去除DMSO？
除少數特別註明對DMSO 敏感之細胞外， 絕大部分細胞株（包括懸浮性細胞）， 在解凍之後， 應直接放入含有10-15ml新鮮培養基之培養角瓶中， 待隔天再置換新鮮培養基以去除DMSO 即可， 如此可避免大部分解凍後細胞無法生長或貼附之問題。
3 可否使用與原先培養條件不同之培養基？
不能。每一細胞株均有其特定使用且已適應之細胞培養基， 若驟然使用和原先提供之培養條件不同之培養基， 細胞大都無法立即適應， 造成細胞無法存活。
4 可否使用與原先培養條件不同之血清種類？
不能。血清是細胞培養上一個極為重要的營養來源， 所以血清的種類和品質對於細胞的生長會產生極大的影響。來自不同物種的血清， 在一些物質或分子的量或內容物上都有所不同，血清使用錯誤常會造成細胞無法存活。
5 何謂FBS, FCS, CS, HS ?
FBS (fetal bovine serum) 和FCS (fetal calf serum) 是相同的意思， 兩者都是指胎牛血清， FCS 乃錯誤的使用字眼， 請不要再使用。CS (calf serum) 則是指小牛血清。HS (horseserum) 則是指馬血清。
6 培養細胞時應使用5 % 或10% CO2？或根本沒有影響？
一般培養基中大都使用HCO3-/CO32-/H+ 作為pH 的緩衝系統， 而培養基中NaHCO3 的含量將決定細胞培養時應使用的CO2 濃度。當培養基中NaHCO3 含量為每公升3.7 g 時，細胞培養時應使用10 % CO2；當培養基中NaHCO3 為每公升1.5 g 時， 則應使用5 % CO2 培養細胞。
7 何時須更換培養基？
視細胞生長密度而定， 或遵照細胞株基本數據上之更換時間，按時更換培養基即可。
8 培養基中是否須添加抗生素？
除於特殊篩選系統中外， 一般正常培養狀態下， 培養基中不應添加任何抗生素。
9 附著性細胞繼代時所使用之trypsin-EDTA 濃度？應如何處理？
一般使用之trypsin-EDTA 濃度為0.05% trypsin-0.53mMEDTA.4 Na。第一次開瓶後應立即少量分裝於無菌試管中， 保存於–20 °C，避免反覆冷凍解凍造成trypsin 之活性降低， 並可減少汙染之機會。
10 懸浮性細胞應如何繼代處理？
一般僅需持續加入新鮮培養基於原培養角瓶中， 稀釋細胞濃度即可， 若培養液太多時， 可將培養角瓶口端稍微抬高， 直到無法容納為止。分瓶時取出一部份含細胞之培養液至另一新的培養角瓶， 加入新鮮培養基稀釋至適當濃度， 重複前述步驟即可。
11 欲將一般動物細胞離心下來，其離心速率應為多少轉速？
欲回收動物細胞， 其離心速率一般為300xg (約1,000rpm)，5 - 10 分鐘， 過高之轉速， 將造成細胞死亡。
12 細胞之接種密度為何？ 依照細胞株基本數據上之接種密度或稀釋分盤之比例接種即可。細胞數太少或稀釋的太多亦是造成細胞無法生長之一重要原因。
13 細胞冷凍培養基之成份為何？
動物細胞冷凍保存時最常使用的冷凍培養基是含5 - 10 %DMSO (dimethyl sulfoxide) 和90 - 95 % 原來細胞生長用之新鮮培養基均勻混合之。注意：由於DMSO 稀釋時會放出大量熱能， 故不可將DMSO 直接加入細胞液中， 必須使用前先行配製完成。
14 DMSO 之等級和無菌過濾之方式為何？
冷凍保存使用之DMSO 等級， 必須為Tissue culture grade之DMSO (如Sigma D2650)， 其本身即為無菌狀況， 第一次開瓶後應立即少量分裝於無菌試管中， 保存於4°C， 避免反覆冷凍解凍造成DMSO 之裂解而釋出有害物質， 並可減少汙染之機會。若要過濾DMSO， 則須使用耐DMSO 之Nylon 材質濾膜。
15 冷凍保存細胞之方法？
冷凍保存方法一: 冷凍管置於4 °C 30~60 分鐘 (-20 °C30 分鐘*) -80 °C 16~18 小時(或隔夜) 液氮槽vaporphase 長期儲存。
冷凍保存方法二: 冷凍管置於已設定程序之可程序降溫機中每分鐘降1-3 °C 至–80 °C 以下， 再放入液氮槽vapor phase長期儲存。*-20 °C 不可超過1 小時， 以防止冰晶過大，造成細胞大量死亡，亦可跳過此步驟直接放入-80°C 冰箱中，惟存活率稍微 降低一些。
16 細胞欲冷凍保存時， 細胞冷凍管內應有多少細胞濃度？
冷凍管內細胞數目一般為1x106 cells/ml vial， 融合瘤細胞則以5x106 cells/ml vial 為宜。
17 應如何避免細胞汙染？ 細胞汙染的種類可分成細菌、酵母菌、黴菌、病毒和黴漿菌。主要的汙染原因為無菌操作技術不當、操作室環境不佳、汙染之血清和汙染之細胞等。嚴格之無菌操作技術、清潔的環境、與品質良好之細胞來源和培養基配製是減低汙染之最好方法。
18 如果細胞發生微生物汙染時，應如何處理？
直接滅菌後丟棄之。
19 支原體(mycoplasma) 汙染的細胞， 是否能以肉眼觀察出異狀？
不能。除極有經驗之專家外，大多數遭受支原體汙染的細胞株，
無法以其外觀分辨之。
20 支原體汙染會對細胞培養有何影響？
支原體汙染幾乎可影響所有細胞之生長參數， 代謝及研究之任一數據。故進行實驗前，必須確認細胞為mycoplasma-free，實驗結果之數據方有意義。