在生命科學研究中,將DNA、RNA或蛋白質引入細胞,以改變其基因型或表型的過程被稱為轉染,在各類研究中十分重要。傳統的電穿孔是一種物理轉染方法,通過對細胞施加電脈衝,改變細胞膜的通透性,並通過電場將外源分子移動到細胞中。電穿孔技術是細胞系中轉染大型DNA片段的強大工具,但其高細胞毒性、轉染原代細胞和幹細胞的低效率,限制了其廣泛應用。
LONZA 4D-Nucleofector(原Amaxa Nucleofector)細胞核轉染技術,其創新性地結合經典電穿孔技術和細胞特異性電轉染液,實現了DNA、RNA、小分子物質高效轉染各類哺乳動物貼壁細胞和懸浮細胞。
LONZA 4D-Nucleofector技術不依賴於細胞有絲分裂,不受細胞增殖的影響,可直接將外源基因導入細胞核中,即使是未分裂的原代細胞(如靜止的T淋巴細胞或神經元),也可以快速表達。
LONZA 4D-Nucleofector的質粒DNA轉染效率高達90%,寡核苷酸(如siRNA)轉染效率高達99%,面世20年來,已成功轉染>1200種細胞系、>130種原代細胞,並在幹細胞、免疫細胞、神經細胞等各類較難轉染的細胞中獲得了優秀的轉染效果。
4D-Nucleofector技術特點
1.針對每種細胞優化的電脈衝參數,可將底物導入細胞質甚至是細胞核;
2.特殊配方的電轉染液,同時提供高轉染效率和細胞保護,提高細胞轉染後存活率;
3.全程實驗指導,從細胞來源、傳代、培養條件、培養基、到轉染後的培養技巧,已形成成熟的實驗方案。
4D-Nucleofector為基因治療、免疫治療、幹細胞研究等提供了方便的工具。相比電穿孔在內的其他非病毒轉染技術,依託於Nucleofector技術的LONZA 4D-Nucleofector細胞核轉染系統,更具優勢:
採用高分子聚合物電極,避免傳統鋁電極的離子毒害,維持細胞生理狀態,提高存活率。轉染後可快速觀察實驗結果,例如轉染GFP後最快2小時可觀察到蛋白。
圖. GFP標記的質粒轉染新生兒皮膚成纖維細胞,2小時後用3.5% PFA 固定,共聚焦顯微鏡可觀察到GFP蛋白在細胞核內表達。
無需自己優化條件,擁有超過650種細胞類型的現成程序,可直接使用。可轉染包括DNA、mRNA、miRNA、siRNA、肽、蛋白質在內的多種底物。可用於難以轉染的原代細胞、幹細胞、神經元、細胞系。可不用消化細胞,進行貼壁細胞的原位轉染。靈活的轉染規模縮放,可在低、中、高通量中輕鬆轉移,實現2×10^4至1×10^9個細胞數量的輕鬆擴展。已在全球8000多家同行評議的出版物中發表。最近,LONZA 4D-Nucleofector大量應用於通過RNAi、CRISPR進行的治療性基因敲除、以及iPS、CAR-T的研究中,在包括功能和結構基因組學、藥物發現以及基因和細胞療法的研究中大放異彩。
LONZA 4D-Nucleofector細胞核轉染系統參數
品牌:LONZA龍沙
產地:德國科隆
名稱:4D-Nucleofector細胞核轉染系統
型號:4D
貨號:
AAF-1002B(Core模塊,簡稱C模塊)
AAF-1002X(X模塊)
AAF-1002Y(Y模塊)
AAF-1002L(LV模塊)
AAM-1001S(96孔模塊)
用途:用於幹細胞、原代細胞、細胞系的高效轉染。
適用細胞:貼壁細胞、懸浮細胞,包括難轉染的血液系統細胞和幹細胞。
轉染物:質粒、RNA、蛋白質、小分子化合物等。
4D-Nucleofector細胞核轉染系統採用模塊化設計,可根據研究者的需求,自行組合數個模塊形成一套完整系統。
常用模塊組合參考
常規小規模轉染:C+X
貼壁細胞原位轉染:C+Y
懸浮+貼壁細胞轉染:C+X+Y
大規模轉染:C+X+LV
摸索複雜轉染條件:C+X+96孔
Nucleofector各模塊功能
1、C模塊:4D-Nucleofector系統的控制單元,內置轉染程序,將不同的功能單元(模塊)整合為一個系統,以運行不同的應用程式。
2、X模塊:用於懸浮細胞、或貼壁細胞消化後的小規模轉染,轉染細胞數量2×10^4至2×10^7。可同時轉染2個100μL電轉杯、1個16孔電轉板條(每孔20μL),每個電轉杯、每個孔可獨立設置程序。另外在使用96孔模塊時,也需要X模塊。
3、Y模塊:用於貼壁細胞不經消化的原位轉染,可同時轉染1個24孔電轉板條(每孔350μL),每個孔可獨立設置程序。
4、LV模塊:用於同一種懸浮細胞、或同一種貼壁細胞消化後的大規模轉染,轉染細胞數量1×10^7至1×10^9。可使用1mL手動進樣電轉盤、或20mL連續進樣電轉盤。通常使用X模塊小試摸條件,再用LV模塊線性放大轉染規模。
5、96孔模塊:用於同時轉染96個樣品的細胞,轉染細胞數量2×10^4至1×10^6。每個孔可獨立設置程序。必須與X模塊結合使用。
參考文獻
1.Engineering of CRISPR-Cas12b for human genome editing.Strecker J, et al. Nature (2019) 10(1): 212
2.Gene correction for SCID-X1 in long-term hematopoietic stem cells.Pavel-Dinu M, et al. Nat Commun. (2019) 10 (1): 1634
3.Orthotopic replacement of T-cell receptor a- and ?-chains with preservation of near-physiological T-cell function.Schober K, et al. Nat Biomed Eng (2019) 10: 01
4.Ribonucleoprotein Transfection for CRISPR/Cas9-Mediated Gene Knockout in Primary T Cells.Oh SA, et al. Curr Protoc Immunol (2019) 124(1): e69
5.Polymer-stabilized Cas9 nanoparticles and modified repair templates increase genome editing efficiency.Nguyen DN, et al. Nat Biotechnol (2019) 1: 1
6.CRISPR-Cas9 genome engineering of primary CD4+ T cells for the interrogation of HIV-host factor interactions. Hultquist JF, et al. Nat Protocols (2019) 14(1): 1-27
7.Bacteria-free minicircle DNA system to generate integration-free CAR-T cells.Chen Cheng, et al. J Med Genetics (2019) 56: 10–17
8.Genome-wide CRISPR Screens in Primary Human T Cells Reveal Key Regulators of Immune Function. Shifrut E, et al. Cell (2018) 175(7): 1985-1971
9.Guide Swap enables genome-scale pooled CRISPR-Cas9 screening in human primary cells. Ting PY, et al. Nat Methods (2018) 15(11)
10.Cytokines induced killer cells produced in good manufacturing practices conditions: identification of the most advantageous and safest expansion method in terms of viability, cellular growth and identity.Castiglia S,et al.J Transl Med (2018) 16: 237
11.A high-fidelity Cas9 mutant delivered as a ribonucleoprotein complex enables efficient gene editing in human hematopoietic stem and progenitor cells. Vakulskas CA,et al.Nat Med (2018) 24(8): 1216-1224
12.Reprogramming human T cell function and specificity with non-viral genome targeting.Roth TL,et al.Nature (2018) 559: 405-9
13.Nucleofection with Plasmid DNA for CRISPR/Cas9-Mediated Inactivation of Programmed Cell Death Protein 1 in CD133-Specific CAR T Cells.Hu B,et al.Hum Gene Ther (2018)
14.Optimized RNP transfection for highly efficient CRISPR/Cas9-mediated gene knockout in primary T cells.Seki A,et al.J Exp Med (2018) 215(3): 985-997
15.Improved Expansion and In Vivo Function of Patient T Cells by a Serum-free Medium.Medvec AR,et al.Mol Ther Methods Clin Dev. (2017) 7; 8: 65-74
16.Going non-viral: the Sleeping Beauty transposon system breaks on through to the clinical side.Hudecek M1,et al.Clin Exp Immunol (2017) 52(4): 355(80)
17.CRISPR-Mediated Integration of Large Gene Cassettes Using AAV Donor Vectors.Bak RO,et al.Cell Rep (2017) 20(3): 750-756
18.CRISPR-Cas9 mediated LAG-3 disruption in CAR-T cells.Zhang Y,et al.Frontiers in Immunology (2017) 1: 1-9
19.CRISPR/Cas9-mediated PD-1 disruption enhances anti-tumor efficacy of human chimeric antigen receptor T cells.Rupp LJ1,et al.Scientific Reports (2017) 7 (1): 737
20.A genome-wide CRISPR screen identifies a restricted set of HIV host dependency factors.Park RJ, et al.Nat Genet (2017) 49(2): 193-203