T細胞轉染,用Nucleofector LV大規模流式核轉染

2020-11-04 澤平科技

動物細胞轉染技術多樣,包括化學法、病毒轉導、傳統電穿孔法等。

化學轉染磷酸鈣沉澱法、DEAE-葡聚糖、脂質體轉染等,操作簡單快捷,但大部分原代細胞、幹細胞、細胞系轉染效率低下,僅有少數貼壁細胞系轉染較高效,批次間重複性差。

使用慢病毒、腺病毒、逆轉錄病毒的病毒轉導技術,雖然轉染效率高,但轉染底物有局限,轉染的基因片段大小需<10kb。且經濟成本相當高昂,需要提前包裝病毒,實驗流程繁複,耗時1-2周。

傳統電穿孔技術,操作簡單快速,轉染基因限制少,但細胞毒性大、原代細胞成功率很低。

4D-Nucleofector細胞核轉染系統

LONZA 4D-Nucleofector細胞核轉染系統,是在傳統電穿孔技術的基礎上,針對每一種細胞,優化電脈衝參數、轉染液,使細胞轉染效率、細胞活率得到顯著提升,解決了原代細胞、幹細胞、T細胞等使用電穿孔轉染效率低下的問題。同時,4D-Nucleofector可讓外源基因直接穿過核膜進入細胞核,不依賴細胞有絲分裂,實現2小時快速表達。

4D-Nucleofector直接讓外源片段入核

LONZA全球共享資料庫,包含超過1500種原代細胞、細胞系的轉染數據,提供包括細胞來源、傳代、培養條件、培養基、到轉染後培養技巧的成熟流程,讓研究者在海量數據支持中快速開展實驗,並取得成功。操作4D-Nucleofector核轉染系統時,只需一鍵調用LONZA內置的轉染程序,即可實現細胞快速、高效轉染,而無需自行摸索轉染條件。

LONZA 4D-Nucleofector LV大規模流式細胞核轉染系統,可提供單次最高2×10^9個細胞、封閉、無菌的高效轉染,在人T細胞、CHO懸浮細胞、HEK23懸浮細胞、K562細胞等超過700種細胞中大量應用。

1、封閉、無菌的系統和耗材設計,滿足細胞治療等平臺的無菌需求。

2、規模可簡單放大,在4D-Nucleofector X模塊上進行的2×10^4細胞數量的優化轉染方案,可直接在LV上使用。

3、符合cGMP要求,可使用符合美國FDA21 CFR part 11、歐盟Annex 11的軟體進行控制,適用於嚴格監管的GMP實驗室。

①用戶管理(登陸,不同級別)

②具有用戶姓名與時間標記的電子籤名

③任何記錄的修改或是數據的創建均被記錄在案

④結果報告:失敗報告,以及詳細的問題描述

⑤可根據21CFR part11的要求導出數據(加密,預防腐敗)

⑥審計追蹤(使用記錄、更改記錄)

⑦無數據刪除可能

4、操作靈活,提供單次1mL(最多1×10^8個細胞)的手動加樣、20×1mL(最多2×10^9個細胞)的自動加樣,快速高效。

分別用4D-Nucleofector細胞核轉儀X模塊(100μL)、LV模塊(1mL)向包括人T細胞、PBMC、293細胞、CHO細胞在內多種代表性細胞中轉染pmaxGFP載體,實現轉染規模的線性放大。

LONZA 4D-Nucleofector LV大規模流式細胞核轉染系統,基因治療研究的不二工具。

1、作為非病毒轉染技術,適用於不同的基因編輯系統,如鋅指核酸酶(ZFN)、轉錄激活因子樣效應物核酸酶(TALEN)、CRISPR/Cas系統。

2、可轉染多種不同的底物,如DNA、mRNA、蛋白(如Cas9 RNP),由於轉染條件相同,可進行不同底物的簡單共轉染。

3、常用於臨床應用iPS、CD34+造血幹細胞、T細胞的穩定修飾。

4、技術成熟可靠,有≥80本基因編輯相關出版物刊載,眾多領域的知名學者正在使用4D-Nucleofector技術,全球發表文章超過10,000篇,並持續不斷增加中!

LONZA 4D-Nucleofector大規模流式核轉染系統,作為轉染人原代T細胞的強大方法,與CRISPR和其他基因組編輯技術的聯合應用,已成為基因治療的理想工具。

相關焦點

  • LONZA 4D-Nucleofector LV大規模流式細胞核轉染,高效轉染T細胞
    動物細胞轉染技術多樣,包括化學法、病毒轉導、傳統電穿孔法等。化學轉染磷酸鈣沉澱法、DEAE-葡聚糖、脂質體轉染等,操作簡單快捷,但大部分原代細胞、幹細胞、細胞系轉染效率低下,僅有少數貼壁細胞系轉染較高效,批次間重複性差。使用慢病毒、腺病毒、逆轉錄病毒的病毒轉導技術,雖然轉染效率高,但轉染底物有局限,轉染的基因片段大小需<10kb。
  • CAR-T高效轉染青睞4D-Nucleofector細胞核轉
    (原Amaxa Nucleofector)細胞核轉染技術,於2001年橫空出世,其創新性地結合經典電穿孔技術和細胞特異性電轉染液,實現了DNA、RNA、小分子物質高效轉染各類哺乳動物貼壁細胞和懸浮細胞。
  • LONZA 4D-Nucleofector細胞核轉染系統,令CRISPR、CAR-T更簡單
    相比電穿孔在內的其他非病毒轉染技術,依託於Nucleofector技術的LONZA 4D-Nucleofector細胞核轉染系統,更具優勢:採用高分子聚合物電極,避免傳統鋁電極的離子毒害,維持細胞生理狀態,提高存活率。轉染後可快速觀察實驗結果,例如轉染GFP後最快2小時可觀察到蛋白。圖.
  • 胚胎幹細胞轉染
    如何將一段螢光標記的寡核苷酸轉染入小鼠胚胎幹細胞中?實驗中該寡核苷酸有24個鹼基,沒有編碼蛋白質的功能,僅僅是起到誘導基因甲基化的作用。幹細胞纏繞方法有有三種,電穿孔法、脂質體轉染辦法、核轉染辦法,其中電穿孔法和脂質體轉染率僅為20%左右,核轉染法轉染率達到80%左右。
  • 淺談胚胎幹細胞轉染方法
    #胚胎幹細胞#幹細胞#科普國際上比較認可的轉染方法:核酸轉染儀是將傳統的電穿孔技術和專用的轉染試劑結合起來的產物 ,針對不同的細胞類型,採用一套最理想的轉染試劑和轉染程序,以達到最理想的轉染效率。核酸轉染儀特別適用於轉染原代細胞和難以轉染的細胞系,如T細胞及PC-12細胞系等。
  • 細胞轉染技術集結及注意事項
    本文將從多方面來深度解讀細胞轉染技術及一系列注意事項!細胞轉染是指將外源分子導入真核細胞內以改變其基因型或表型能力的一種技術。轉染的主要目的是研究基因的功能或基因產物,通過增強或抑制特定基因在細胞中的表達,並在哺乳細胞中產生重組蛋白。
  • 細胞轉染的注意事項
    哺乳動物細胞系合成可溶的,翻譯後修飾的蛋白,比細菌,真菌或昆蟲細胞中表達的蛋白更有可能有生物活性。穩定轉染的細胞可以合成大量的重組蛋白,而瞬時轉染細胞可以快速表達,迅速地合成小量蛋白。常用的細胞系包括CHO,293和COS-7。Invitrogen提供克隆的293-F,293-H,COS-7和CHO-S細胞,來源於經篩選轉染效率更高的亞細胞系。
  • 乾貨| 手把手教你做細胞轉染(含操作指南)
    它通過侵染宿主細胞將外源基因整合到染色體中,可用於難轉染細胞、原代細胞的穩定性轉染。同時準備新鮮的培養基,使用前用0.22um濾膜過濾培養基來確保培養基無汙染。細胞培養過程中勿加抗生素,且需要不斷監測細胞的生長情況。當細胞密度達到50-80%時,可用於細胞轉染。
  • 師妹為細胞掏心掏肺,為何凋亡還是成群結隊?
    區分凋亡和壞死 1)可將二者區分開的方法:瓊脂糖凝膠電泳,形態學觀察(透射電鏡是是區分凋亡和壞死最可靠的方法),Hoechst33342/PI 雙染色法流式細胞儀檢測,AnnexinV/PI 雙染色法流式細胞儀檢測等。
  • 知識分享:細胞轉染
    理想細胞轉染方法,應該具有轉染效率高、細胞毒性小等優點。病毒介導的轉染技術,是目前轉染效率最高的方法,同時具有細胞毒性很低的優勢。但是,病毒轉染方法的準備程序複雜,常常對細胞類型有很強的選擇性,在一般實驗室中很難普及。其它物理和化學介導的轉染方法,則各有其特點。
  • 細胞轉染技術原理及應用
    ,DNA通過膜上形成的小孔導入 穩定轉染 瞬時性轉染所有細胞 適用性廣但細胞致死率高,DNA和細胞用量大, 需根據不同細胞類型優化電穿孔實驗條件 病毒介導法通過侵染宿主細胞將外源基因整合到染色體中 穩定轉染 可用於難轉染的細胞、原代細胞,體內細胞等 逆轉錄病毒
  • 細胞&體內轉染新攻略
    轉染實驗方法:                    利用其自身的內吞機制:          轉染會損傷細胞
  • 細胞轉染技術大比拼!
    細胞轉染的方法主要包括:人工脂質體法、磷酸鈣法、DEAE-右旋糖苷法、電穿孔法、病毒轉導法等,上期詳解了細胞轉染常用的方法-脂質體轉染的原理和步驟 等,今天做個細胞轉染技術大比拼,了解各種細胞轉染的方法優缺點,再根據自己的實驗要求選擇理想的方法,獲得漂亮的實驗結果。
  • 流式中文網已正常訪問;流式監測CD19 CAR T細胞的染色操作
    流式中文網(https://www.flowcyto.cn)經過一個月的備案過程,終於備案完成,現已恢復正常訪問。現在速度飛快。
  • 磷酸鈣法細胞轉染試劑盒的應用
    一、背景 磷酸鈣法細胞轉染試劑盒用於磷酸鈣法轉染細胞,適合於大多數貼壁細胞的轉染。磷酸鈣法細胞轉染試劑盒在傳統的磷酸鈣細胞轉染方法的基礎上進行了改良,提高了轉染效率,並降低了毒性。用磷酸鈣法轉染細胞,不僅可以瞬時表達,也可以篩選穩定株。
  • Spark Streaming:大規模流式數據處理的新貴
    目前已有很多相對成熟的開源軟體來處理以上三種情景,我們可以利用MapReduce來進行批量數據處理,可以用Impala來進行交互式查詢,對於流式數據處理,我們可以採用Storm。對於大多數網際網路公司來說,一般都會同時遇到以上三種情景,那麼在使用的過程中這些公司可能會遇到如下的不便。 三種情景的輸入輸出數據無法無縫共享,需要進行格式相互轉換。
  • 人誘導多能幹細胞分化為脊索細胞的討論及試驗方法
    ①兒童期取自身儲存(不現實:兒童非常少且難獲取)②模擬胚胎發育過程,獲取脊索細胞(可行) 首先要獲得iPSCs)目前獲得iPSCs的方法和專利較多,可以從人體組織中獲取成纖維細胞,並通過質粒轉錄因子轉染使細胞逆分化成為幹細胞,本研究中的iPSCs可通過轉染編碼OCT4、SOX2、KLF4、L-MYC、LIN28和p53 shRNA的質粒,從正常皮膚成纖維細胞中獲得的
  • 技術專家眼中流式細胞儀的「用武之地」
    三位技術專家分別為艾森生物流式細胞儀全球支持經理Garret Guenther,賽默飛世爾抗體、免疫分析、蛋白質和細胞分析副總裁兼總經理Dara Grantham Wright和伯樂實驗室細胞生物學全球應用及協作經理Yasha Talaga。問題一:流式細胞儀作為研究工具不斷發展。在實驗室外,流式細胞儀在哪些方面做出了重要貢獻?
  • 所見即所得——分享兩款超好用的轉染試劑,拯救你的細胞
    轉染是將外源核酸導入真核細胞的過程,是細胞和分子生物學研究的重要工具,也是大部分的生物和分子生物領域的科研黨們繞不開的話題。然而常常聽到的抱怨是"轉染效率太低""轉染完細胞全漂了""轉染後忘記給細胞換液了",真所謂辛辛苦苦實驗N多回,一夜回到解放前……眾所周知,影響轉染成功的因素非常多,包括細胞質量、核酸質量、微生物汙染、轉染試劑等。各種細胞使用的轉染條件都可能不同,現實中也並沒有一种放之四海而皆準的方案。十全十美難,十全九美卻可以通過選擇一款好的轉染試劑來實現。
  • 細胞轉染效率低的原因有哪些?
    細胞轉染效率低的原因可從以下幾方面找:1.質粒DNA或混和液中含有血清。 對策:用無血清培養基或Opti-MEM培養基。2.質粒DNA和轉染試劑的比率不是最優 對策:對大多數細胞而言,質粒DNA和轉染試劑的比例為1:2-1:3,一般要做優化實驗,比例從1:0.5-1:5 逐一檢測。3.質粒DNA 已部分降解或質量不夠好 對策:用好的質粒純化試劑確保質粒DNA質量,正確保存,確保質粒DNA不被降解。4.轉染試劑選擇不當。