定義：細胞轉染是指將外源分子如DNA，RNA等導入真核細胞的技術。
應用：在研究基因功能、調控基因表達、突變分析和蛋白質生產等生物學試驗中。
簡介：轉染，是將外源性基因導入細胞內的一種專門技術。隨著基因與蛋白功能研究的深入，轉染目前已成為實驗室工作中經常涉及的基本方法。
一、轉染的途徑大致可分為物理介導、化學介導和生物介導三類：
1.物理介導：電穿孔法、顯微注射和基因槍屬於通過物理方法將基因導入細胞的範例。
2.化學介導：方法很多，如經典的磷酸鈣共沉澱法、脂質體轉染方法、和多種陽離子物質介導的技術。
3.生物介導：方法有較為原始的原生質體轉染，和現在比較多見的各種病毒介導的轉染技術。
理想細胞轉染方法，應該具有轉染效率高、細胞毒性小等優點。病毒介導的轉染技術，是目前轉染效率最高的方法，同時具有細胞毒性很低的優勢。但是，病毒轉染方法的準備程序複雜，常常對細胞類型有很強的選擇性，在一般實驗室中很難普及。其它物理和化學介導的轉染方法，則各有其特點。
需要指出的一點，無論採用哪種轉染技術，要獲得最優的轉染結果，可能都需要對轉染條件進行優化。影響轉染效率的因素很多，從細胞類型、細胞培養條件和細胞生長狀態，到轉染方法的操作細節，都需要考慮。
二、常規轉染技術：
1.瞬時轉染（transient transfection）：外源DNA/RNA不整合到宿主染色體中，因此一個宿主細胞中可存在多個拷貝數，產生高水平表達，但通常只持續幾天，多用於啟動子和其他調控元件的分析。一般來說，超螺旋質粒DNA轉染效率較高，在轉染後24~72h小時內（依賴於各種不同的構建）分析結果，常常用到一些報告系統和螢光蛋白，β半乳糖苷酶等來幫助檢測。
2.穩定轉染（Stable transfected）：外源DNA既可以整合到宿主細胞中，也可能作為一種游離體（episome）存在。儘管線性DNA比超螺旋DNA轉入量低但整合率高。外源DNA整合到染色體中概率很小，大約1/104轉染細胞能整合，通常需要通過一些選擇性標記。如來氨丙基轉移酶（APH；新黴素抗性基因），潮黴素磷酸轉移酶（HPH），胸苷激酶（TK）等反覆篩選，得到穩定轉染的同源細胞系。
瞬時轉染和穩定轉染的比較
瞬轉
穩轉
導入的DNA沒有整合到基因組中，而是保留在細胞核上
導入的DNA整合到基因組中
導入的遺傳物質不傳遞到子代， 遺傳改變只是暫時的
導入的遺傳物質能夠代代相傳；遺傳改變是永久的
不需要選擇性篩選
需要選擇性篩選出穩定轉染的細胞
DNA載體和RNA都可用於瞬時轉染
只有DNA載體可用於穩定轉染，RNA本身不能穩定地導入細胞中
導入的遺傳物質的高拷貝數導致高水平的蛋白質表達。
單拷貝數或低拷貝數的穩定整合的DNA導致較低水平的蛋白質表達。
通常在轉染後24-96小時內收穫細胞。
需要2-3周的時間篩選出穩定轉染的細胞克隆。
通常不適合使用具有誘導型啟動子的載體的研究。
適用於使用帶有誘導型啟動子的載體的研究。
三、轉染方式
細胞由帶負電荷的磷脂雙分子層構成，這對大分子物質來說是個不可透過的屏障，比如DNA和RNA的磷酸骨架，其也帶負電荷。為了使核酸穿過細胞膜，研究人員開發了多種技術，大致分為三類：化學方法---利用載體分子包被核酸使其呈現中性電荷或正電荷。生物方法---利用基因工程病毒轉染非病毒基因到細胞中。物理方法---在細胞膜表面產生一個瞬時的孔從而導入DNA。然而，沒有一種方法適用於所有的細胞和實驗，理想的方法應根據您的細胞類型和實驗需要進行選擇，理想的方法應具有高轉染效率，低細胞毒性和對正常生理學的影響最小，並且易於使用和可重複性等特點。
化學轉染方法
技術
優點
缺點
陽離子脂質體
1.操作快速簡單。
2.結果可重複。
3.轉染效率高。
4.可轉染DNA，RNA和蛋白質。
5.適用於生產瞬時和穩定的蛋白質。
6.可用於體內轉染。
1.需進行條件優化(一些細胞系對陽離子脂質體較敏感)。
2.有些細胞系不容易轉染。
3.血清的存在幹擾複合物的形成，導致低轉染效率。
4.培養基中血清的缺失會增加細胞毒性。
磷酸鈣共沉澱
1.便宜且容易獲得。
2.適用於生產瞬時和穩定的蛋白質。
3.轉染效率高（不限制細胞系）。
1.需要仔細製備試劑 – CaPO4溶液對pH，溫度和緩衝鹽濃度的變化敏感。2.可重複性較差。
3.有細胞毒性，尤其對原代細胞。
4.不能採用RPMI培養基，由於其含高濃度的磷酸鹽。
5.不適用於動物體內轉染。
葡聚糖
1.操作簡單。
2.結果可重複。
3.便宜。
1.對某些細胞有化學毒性。
2.只限於瞬時轉染。
3.轉染效率低，尤其在原代細胞中。
其他陽離子聚合物
1.在血清中穩定，對溫度不敏感。
2.高轉染效率（限制細胞系）。
3.結果可重複。
1.對某些細胞有毒性。
2.不能生物降解（樹枝狀大分子）。
3.只限於瞬時轉染。
生物轉染方法
病毒轉染
1.高轉染效率（對原代細胞有80-90%）。
2.適用於較難轉染的細胞系。
3.可用於體內轉染。
4.可用於構建穩定表達或瞬時表達的細胞系。
1.被轉染的細胞系必須含有病毒受體。
2.基因插入大小受限（病毒載體~10 kb，非病毒載體~100 kb）。
3.技術難度高，且構建重組蛋白很費時。
4.存在生物安全問題（激活潛在疾病，免疫原性反應，細胞毒性，插入突變，使細胞惡性轉化）。
物理轉染方法
電轉
1.原理簡單。
2.條件優化後可產生重複性的結果。
3.不需要載體。
4.不限制細胞類型和條件。
5.條件優化後可以快速轉染大量細胞。
1.需要特殊的設備。
2.需要優化電轉脈衝和電壓參數。
3.對細胞傷害很大。
4.細胞死亡率很高因此需要大量細胞
會不可逆轉地損壞細胞膜，溶解細胞。
生物傳遞粒子傳遞（粒子轟擊）
1.不限制細胞類型和條件。
2.可用於動物體內轉染。
3.方法直接，結果可靠。
4.不限制導入基因的大小和數量。
5.主要用於基因疫苗和農業應用。
1.需要昂貴的設備
2.會對樣品產生物理損傷
3.細胞死亡率很高因此需要大量細胞
4.需要準備微粒
5.轉染效率相對較低
6.對於研究應用成本較昂貴
顯微注射
1.不限制細胞類型和條件。
2.可以單細胞轉染。
3.方法直接，結果可靠。
4.不限制導入基因的大小和數量
5.不需要載體。
1.需要昂貴的設備。
2.有技術要求，且是勞動密集型（一次只能轉染一個細胞）。
3.常引起細胞死亡。
雷射介導的轉染（光轉染）
1.可用於轉染DNA，RNA，蛋白質，離子，葡聚糖，小分子和半導體納米晶體。
2.可用於非常小的細胞。
3.允許單細胞轉染或同時轉染大量細胞。
4.不需要載體。
5.轉染效率高。
6.適用於多種細胞系。
1.需要昂貴的雷射顯微鏡系統。
2.需要貼壁細胞。
3.有技術要求。
四、部分轉染方法的原理及步驟：
1、陽離子脂質體介導的轉染
原理：陽離子脂質體介導的轉染是目前最常用的轉染方式之一。陽離子脂質的基本結構由帶正電荷的頭基和一個或兩個烴鏈組成，帶正電荷的頭基與帶負電荷的核酸通過靜電作用形成複合物，經細胞的內吞作用進入細胞。
實驗步驟：將DNA，RNA，siRNA或寡核苷酸和轉染試劑分別在不同的管中稀釋→將兩者混合形成混合物→將形成的混合物加入細胞中，脂質體的正電荷有助於幫助複合物粘附到細胞膜上→複合物經細胞內吞作用進入細胞→檢測基因表達或沉默情況。
2、磷酸鈣共沉澱
原理：將DNA與氯化鈣在磷酸緩衝鹽水中混合形成磷酸鈣-DNA沉澱物，然後將其分散在培養的細胞上，磷酸鈣促進共沉澱物中的縮合DNA與細胞表面的結合，DNA通過內吞作用進入細胞。
實驗步驟：將氯化鈣和DNA混合，以可控的方式加入磷酸緩衝液。→在室溫下孵育，以形成極細，可溶的共沉澱微粒→將磷酸鈣-DNA沉澱物加入細胞中，後者能黏附到細胞膜表面→共沉澱物經細胞內吞作用進入細胞→檢測基因表達或沉默情況。
3、病毒轉染
原理：對於用脂質體不能實現轉染的細胞，可以採用病毒轉染。腺病毒，逆轉錄病毒和慢病毒載體已廣泛用於哺乳動物細胞體內外的基因轉染。
實驗步驟：通過基因克隆方法獲得重組病毒表達載體→轉染包裝細胞系，擴增並分離得到重組病毒顆粒→純化並滴定病毒液→轉導目的細胞（含有病毒特異性的受體）→從培養基中移除病毒→檢測基因表達或沉默情況。
4、電轉
原理：利用電脈衝在細胞膜上形成暫時的孔使核酸物質能穿過孔進入細胞。
實驗步驟：利用電轉緩衝液重懸細胞→對含有核酸，緩衝液，細胞的混合物給予合適的電脈衝→電脈衝在細胞膜上形成電勢差，誘導產生暫時的孔使核酸進入細胞→將細胞返回到生長培養基中，使其慢慢恢復→檢測基因表達或沉默情況。
五、影響轉染試驗的因素
1．轉染試劑
不同細胞系轉染效率通常不同，但細胞系的選擇通常是根據實驗的需要，因此在轉染實驗前應根據實驗要求和細胞特性選擇適合的轉染試劑。每種轉染試劑都會提供一些已經成功轉染的細胞株列表和文獻，通過這些資料可選擇最適合實驗設計的轉染試劑。當然，最適合的是高效、低毒、方便、廉價的轉染試劑。
2．細胞狀態
一般低的細胞代數（<50）能確保基因型不變。最適合轉染的細胞是經過幾次傳代後達到指數生長期的細胞，細胞生長旺盛，最容易轉染。細胞培養在實驗室中保存數月和數年後會經歷突變，總染色體重組或基因調控變化等而演化。這會導致和轉染相關的細胞行為的變化。也就是說同一種系的細胞株，在各實驗室不同培養條件下，其生物學性狀發生不同程度的改變，導致其轉染特性也發生變化。因此，如果發現轉染效率降低，可以試著轉染新鮮培養的細胞以恢復最佳結果。
3．轉染方法
不同轉染試劑有不同的轉染方法，但大多大同小異。轉染時應跟據具體轉染試劑推薦的方法，但也要注意，因不同實驗室培養的細胞性質不同，質粒定量差異，操作手法上的差異等，其轉染效果可能不同，應根據實驗室的具體條件來確定最佳轉染條件。
（1）細胞培養物
健康的細胞培養物是成功轉染的基礎。不同細胞有不同的培養基，血清和添加物。高的轉染效率需要一定的細胞密度，一般的轉染試劑都會有專門的說明。推薦在轉染前24小時分細胞，這將提供正常細胞代謝，增加對外源DNA攝入的可能。一定要避免細菌，支原體或真菌的汙染。
（2）細胞密度
細胞密度對轉染效率有一定的影響。不同的轉染試劑，要求轉染時的最適細胞密度各不相同，即使同一種試劑，也會因不同的細胞類型或應用而異。轉染時過高或者過低的細胞密度會導致轉染效率降低，乃至表達水平偏低。因此如果選用新的細胞系或者新的轉染試劑，最好能夠進行優化實驗並為以後的實驗建立一個穩定方法，包括適當的接種量和培養時間等等。陽離子脂質體具有微量的細胞毒性而往往需要更高的鋪板密度或者更多的懸浮細胞數，有的要求細胞90%匯片；而有些多胺或者非脂質體的配方則要求在40%-80%之間，總之是儘量在細胞最適的生理狀態下轉染，以求最佳的轉染效果。不同的實驗目的也會影響轉染時的鋪板密度，比如研究細胞周期相關基因等表達周期長的基因，就需要較低的鋪板密度，所以需要選擇能夠在較低鋪板密度下進行轉染的試劑。一般轉染時貼壁細胞密度為50%-90%，但這個需要參考所選轉染試劑的說明書。
（3）血清
血清一度曾被認為會降低轉染效率，老一代的轉染方法往往要求轉染前後洗細胞或者在無血清培養基條件下轉染，但有些對此敏感的細胞如原代細胞會受到損傷，甚至死亡導致轉染效率極低。不過轉染產品配方幾經革新後的今天，對於主流的轉染試劑來說，血清的存在已經不會影響轉染效率，甚至還有助於提高轉染效率，如陽離子聚合物等，血清的存在會影響DNA—轉染複合物的形成，但只要在DNA-轉染複合物形成時用無血清培養基或PBS來稀釋DNA和轉染試劑就可以了，在轉染過程中是可以使用血清的。不過要特別注意：對於RNA轉染，如何消除血清中潛在的RNase汙染是值得關注的。胎牛血清（FCS）經常用到，便宜一點的有馬或牛血清。通常的，血清是一種包含生長因子及其它輔助因子的不確切成分的添加物，對不同細胞的生長作用有很大的差別。血清質量的變化直接影響細胞生長，因此也會影響轉染效率。新加培養基的預熱對細胞轉染很有幫助。
（4）抗生素
細胞培養過程中往往會添加抗生素來防止汙染，但是這些添加劑可能對轉染造成麻煩。比如青黴素和鏈黴素，就是影響轉染的培養基添加物。這些抗生素一般對於真核細胞無毒，但有些轉染試劑增加了細胞的通透性，使抗生素可以進入細胞。這可能間接導致細胞死亡，造成轉染效率低。目前轉染試劑因為全程都可以用有血清和抗生素等添加劑的完全培養基來操作，非常方便，省去了汙染等麻煩。
（5）氮磷（N/P）比
N/P比是轉染效率的關鍵（為了換算方便，一般以DNA/轉染試劑質量比表示），在一定比例範圍內轉染效率隨N/P比成比例增高，之後達到平值，但毒性也隨之而增加，因此在實驗之前應根據推薦比例，確定本實驗的最佳轉染比例。
（6）DNA質量
DNA質量對轉染效率影響非常大。一般的轉染技術（如脂質體等）基於電荷吸引原理，如果DNA不純，如帶少量的鹽離子，蛋白，代謝物汙染都會顯著影響轉染複合物的有效形成及轉染的進行，但對GenEscort系列轉染試劑影響不大。核酸純化世界第一品牌德國QIAGEN公司提供的超純質粒抽提試劑盒，能達到兩倍2×CsCl梯度離心以上的純度效果，使您不必為DNA質量操心。此外，對一些內毒素敏感的細胞（如原代細胞，懸浮細胞和造血細胞），QIAGEN還提供可去除內毒素汙染的質粒抽提試劑盒，在質粒抽提過程中有效去除脂多糖分子，保證理想的轉染效果。但如果使用GenEscort轉染試劑，一般不需要這麼高的DNA質量要求。當使用GenEscort轉染試劑時，即使採用傳統的酚－氯仿沉澱方法純化質粒，仍然可達到非常好的轉染效果，但所用的質粒量比試劑盒純化方法的DNA用量大一些。
4．載體構建
轉染載體的構建（病毒載體，質粒DNA，RNA，PCR產物，寡核苷酸等）也影響轉染結果。病毒載體對特定宿主細胞感染效率較高，但不同病毒載體有其特定的宿主，有的還要求特定的細胞周期，如逆轉錄病毒需侵染分裂期的宿主細胞，此外還需考慮一些安全問題（如基因汙染）。除載體構建外，載體的形態及大小對轉染效率也有不同的影響，如前面提到的超螺旋及線性DNA對瞬時和穩定轉染的影響。如果基因產物對細胞有毒性作用，轉染也很難進行，因此選擇組成或可調控，強度合適的啟動子也很重要，同時做空載體及其它基因的相同載體構建的轉染正對照可排除毒性影響的幹擾。
文章參考來源：CellMax胎牛血清
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